서     론

   Jaboulay 등이 거의 1세기 전에 신장이식을 시도한 이래 임상적으로 장기이식 분야에서는 현저한 발전이 있어 왔다.¹⁾ 지난 수십 년 동안 이식과 관련된 면역억제제의 개발로 인하여 보다 안전하게 이식할 수 있게 되었고 환자에게 부작용도 줄일 수 있게 되었다. 이로 인하여 의사나 환자, 환자 가족들은 비활력 장기(non-vital organ)에서도 이식을 기대하게 되었다.
   기관의 6.4 cm 이상 되는 결손이나 기관 전장의 50% 이상 되는 결손의 재건을 하기 위해서는 임상적으로 한계를 느끼게 된다.²⁾ 인공기관이나 자가이식, 방사선이나 약물로 처리한 사체의 기관으로 이식한 경우, 대부분의 시도는 실패하였다.^3,4,5) 따라서 광범위한 경부 기관 결손이 있는 경우 영구적인 기관절개술을 시행하여야 하며, 외상이나 악성종양으로 인하여 후두전적출술을 시행한 경우, 기능적으로 장애를 지니고 된다. 전기후두나 기관식도보철물을 사용할 수 없는 경우는 사회적으로 고립되고 현저하게 삶의 질이 저하된다. 후두가 제거되거나 영구적인 기관의 결손을 가지게 되면 정상적인 음성을 낼 수가 없고 영구적인 기관 개구부를 통하여 호흡을 하여야 한다. 이와 같은 이유로 실험적인 기관이식이 시도되어 왔으나 허혈성 손상으로 인하여 후두 및 기관 이식의 임상적 적용이 제한을 받게 되었다.
   후두나 기관의 이식은 새로운 개념이 아니고 1960년대 초와 1970년대에 몇몇 학자들에 의하여 개를 모델로 한 후두 및 기관이식이 시도되었다.^6,7,8) 이들 장기에 대한 면역-생물학적인 이해의 부족과 이들 이종이식에 대한 혈관재건술의 제한된 기술로 저조한 성공률을 낳게 되었고, 당시 사용되었던 면역억제제는 전체적인 면역억제로 인하여 심각한 합병증을 유발하게 되었다. 비활력 장기에 문제가 있는 환자에게서 이식에 대한 관심은 매우 높게 되었으나 기술적인 제한, 면역억제제 선택의 한계, 그리고 비활력 장기 이식에 관한 윤리적인 문제 등으로 인하여 비활력 장기이식을 시작한 이래 20년 이상의 공백이 만들어지게 되었다. 지난 5년 넘게 많은 학자들에 의하여 후두 및 기관이식이 시도되었고, 특히 긴 범위의 기관이식과 관련하여 실험적으로나 임상적으로 기술적인 부분에서 많은 발전이 있었다. 이에 저자는 마우스에서 동소성 기관이식을 모델로 한 현재까지 진행된 연구들을 토대로 하여 기관이식의 실험적 의의를 알아보고자 한다.

마우스를 이용한 기관이식술

   수술 전에 케타민(ketamine, 50 mg/kg)과 자이라진(xylazine, 10 mg/kg)을 마우스의 피하에 주사하였다. 전신마취를 실시한 후, 수술현미경을 사용하여 공여측 마우스의 전경부에 수직으로 피부를 절개하였다. 노출된 타액선과 피대근(strap muscle)을 중앙부위에서 분리하여 후두와 기관부위를 노출시켰다. 반회후두신경에 손상이 가지 않도록 주의하면서 경부 식도와 주위혈관들을 기관으로부터 분리하고 전기소작기를 이용하여 갑상선 협부를 분리하였다. 5개의 기관륜(tracheal ring)이 포함되도록 하여 기관을 절제하였고, 이를 생리식염수에 보관하였다. 이식 받을 마우스에게 케타민(ketamine, 50 mg/kg)과 자이라진(xylazine, 10 mg/kg)을 사용하여 전신마취를 실시하였고, 수술현미경을 이용하여 수직으로 피부를 수직으로 절개하여 위와 같은 방법으로 후두와 기관을 노출하였다. 노출된 기관으로부터 5개의 기관륜이 포함되도록 하여 기관을 절제하였고 이식할 기관을 결손부위에 위치시켰다. 이식될 기관의 근위부와 원위부를 확인한 후 10-0 나일론을 사용하여 단단문합을 실시하였다. 피대근을 원위치시키고 7-0 나일론을 사용하여 피부봉합을 하였다. 수술하는 동안 산소공급은 하지 않았고 수술 후 램프를 사용하여 마우스를 따뜻하게 해주었으며, 수술 후 3시간 동안 관찰하였다(Fig. 1).

동소성 기관이식 시 실험모델로서 마우스와 이식 거부반응의 표적

   광범위한 기관 결손부위의 재건을 위하여 자가조직이나 보철물, 약물로 전처치된 이종 이식물 등을 이용하여 재건에 실패한 사례는 많은 학자들로 하여금 기관이식의 필요성을 느끼게 하였다.
   이러한 이유로 기관이식을 위한 실험동물로 몸집이 크고 이종번식을 하는 토끼나 개, 돼지 등이 사용되었고, 이들 동물을 대상으로 한 실험을 통하여 기관이식의 기술적인 부분의 발전은 있었으나 이들 동물의 주조직적합체(major histocompatibility complex)의 윤곽이나 transgenic strain 등이 잘 정립되지 않아 기관이식의 면역-생물학적인 측면에서는 문제점이 많이 노출되었다.^9,10,11)
   이로 인해 동종번식을 하는 설치류를 이용하여 실험을 하게 되었고, 설치류를 실험모델로 폐이식을 한 후 나타나는 폐색성 기관지염이나 기관이식 후 나타나는 면역생물학적 결과를 통하여 많은 정보를 얻었다.^12,13,14) 그러나 최근까지 이들 모델들은 기관을 복부에 이식한 후 망(omentum)과 함께 이식하는 이소성(heterotopic) 이식으로 사용되었다. 그러나 이소성 기관이식의 가장 큰 단점은 동소성 기관이식을 할 경우 나타날 수 있는 상피세포의 양상 및 역학에 관한 정보를 줄 수 없다는 것이다. 기관이식 후 장기간 실험에서는 수용자의 점막이 매우 중요한 역할을 한다고 알려졌고, 따라서 동소성 기관이식 모델이 기관 이종이식(allograft)을 실험하는 데 적합한 모델임을 알 수 있었다. 
   마우스를 모델로 동소성 기관 이종이식을 실시한 후 관찰한 결과, 동종이식(isograft)된 모든 마우스의 기관에서 정상적인 섬모를 가지는 상피세포층을 나타냈고, 고유층(lamina propria)이나 기관연골에 부종이나 세포침윤의 증거는 없었다. 형태학적으로 연골세포는 정상이었고 기관 단단문합부위의 협착은 없었으며, 전체적인 기관의 조직학적 구조는 잘 유지되었다.
   그러나 동소성 기관 이종이식의 경우, 이식 후 7일째에 관찰된 기관에서 세포침윤과 부종이 관찰되었고 21일째에 가장 심하였다. 7일째부터 기관점막은 위축성 변화를 일으키기 시작하였고 정상적인 섬모구조가 손상되기 시작하였다. 세포침윤은 시간이 지날수록 고유층과 기관 밖 연부조직에 점점 더 증가되었으나 기관연골에는 세포침윤이 일어나지 않았다(Table 1).
마우스의 이식된 기관을 CD8과 CD4에 대하여 면역조직학적 염색을 한 후 X100 HPF로 관찰하였고 임의로 두 부분을 선택하여 고유층에 염색된 세포의 수를 세어 평균값과 표준편차를 구하였다. CD8과 CD4 세포의 염색은 7일 이후부터 점점 증가하였고 21일째 최고에 달하였으나 기관연골에서 염증세포는 관찰할 수 없었다. 
   Genden 등은 동소성 기관이식 모델로 마우스의 사용을 성공적으로 정립하였고, 모든 기관 동종이식을 시행한 마우스의 경우 호흡곤란이나 천명 없이 35일 이상 생존하였다고 보고하였다.¹⁵⁾ 그러나 이종이식을 시행한 마우스의 경우 이식 거부현상을 나타내는 천명을 나타내었다. 이종이식의 거부현상은 수술 후 짧은 기간 안에 섬모상피세포의 손상을 가져오고 이어서 고유층에 CD8과 CD4 세포의 침윤을 나타내었다.¹⁵⁾ 이는 다른 연구와 마찬가지로 이식 거부의 표적이 기관연골이 아니라 상피세포와 고유층이라는 것을 밝혔고, 이러한 거부현상은 수술 후 21일째에 최고치에 도달한다고 보고하였다. 이러한 결과로 기관점막은 CD8 T 림프구와 CD4 T 림프구가 공여부 점막에 작용하는데 필요한 class Ⅰ과 class Ⅱ 주조직적합체 항원을 발현한다는 결과를 나타내고 있다.

동소성 기관이식에서 수여부 점막에 의한 재상피화(Reepithelialization) 과정의 의의

   이전 연구에서는 공여측 마우스에서 기관을 채취한 후 복강내에 이식한 후 망과 함께 기관을 수여측 마우스에게 이식하는 이소성 이종이식을 하는 실험을 하였으며, 이소성 이식에서 일어나는 이식 거부 현상은 섬유모세포(fibroblast)의 증식으로 인한 기관의 완전 폐색이라는 결과를 나타내었다.¹⁶⁾ 그러나 동소성 기관 이종이식의 경우, 기관의 폐색은 나타나지 않았고, 고유층의 림프구 침윤과 부종이 나타난 후 섬모상피세포(ciliated columnar epithelium)의 소실과 기관연골 미세구조가 와해되는 결과를 나타냈다.¹⁵⁾ 이런 이소성과 동소성 이식의 조직학적 차이가 수여측 마우스의 점막에 의한 재상피화에 의하여 일어난다는 예측을 하게 되었고, 이에 관한 연구가 시작되었다.
   광범위한 기관 결손을 재건하기 위하여 임상적으로 기관이식이 시도되기 전에 기관의 이종이식에 관한 생물학적 특징을 밝혀내는 것이 반드시 필요하다. 이소성 기관이식 모델은 폐이식 후 나타나는 폐색성 기도질환을 연구하기 위하여 광범위하게 사용되어 왔다. 이소성 기관이식은 술기가 간단하여 설치류를 이용한 실험에서는 자주 사용되는 모델이나 동소성에 비하여 생물학적으로 다른 특징을 나타내므로 동소성 기관이식의 의미는 크다고 할 수 있다
   Genden 등은 면역억제제를 사용하지 않고 이소성 이종 기관이식을 시행할 경우 기도에 폐색성 변화가 일어난다는 것을 밝혔고, 면역억제제를 사용하지 않은 동소성 이종 기관이식에서는 고유층의 부종과 T 세포 침윤, 섬모상피세포의 소실, 임상적인 천명 등이 특징인 이식 거부반응이 일어난다고 보고하였다.¹⁵⁾ 그러나 이식을 받은 마우스에서 면역이 억제되면 림프구의 침윤과 부종, 천명 등이 나타나지 않았다. 면역억제하에 기관이식된 마우스의 상피세포가 면역조직화학적 검사 상 이식된 기관의 근위부를 향하여 이동한다는 것을 보고하였고, 이런 과정이 기도가 폐색성 변화가 일으키지 않는 이유라고 하였다.¹⁷⁾ 이소성 기관이식의 경우 이런 과정이 일어나지 않아 불가역적인 폐색성 변화가 일어나고, 이러한 폐색성 변화는 허혈성 변화나 감염, 면역체계에 의하여 섬유모세포의 높은 발현으로 인한 세포의 손상으로 일어난다.¹⁸⁾ Neuringer 등은 이소성 기관 이종이식에서 발생하는 폐색성 변화는 먼저 급성 면역학적 기도손상이 일어난 후 대식세포(macrophage)와 섬유모세포에 의한 심한 섬유화가 일정기간 동안 일어나 발생한다고 하였다.¹⁶⁾
   동소성 기관이식에서 이식 받은 수용측 마우스의 점막 상피세포는 대식세포와 섬유모세포의 증식을 조절하는 것으로 알려졌고, 이는 인터루킨 10과 같은 사이토카인이 폐색성 변화를 방지하는 것으로 보고하고 있다.¹⁹⁾ Boehler 등과 Dosanjh 등은 인터루킨 10이 폐색성 변화를 완하시키고 상피세포에서 분비된 인터루킨 10이 폐 섬유모세포의 증식을 조절하며, 인터루킨 10의 조절이 폐색성 기도질환과 관련된 섬유증식반응에 중요한 역할을 한다고 하였다.^19,20)
   결론적으로 동소성 기관이식을 할 경우, 이식 받은 수용측 마우스의 점막으로부터 이식된 공여측 점막으로 재상피화가 일어나고, 재상피화 과정이 폐색성 변화를 방지하는 데 중요한 역할을 한다는 것을 알 수 있다. 면역억제와 상관없이 재상피화 과정은 동소성 기관이식에서 동종이식이나 이종이식 모두에서 일어나지만, 기관 이종이식의 경우 주위 점막으로부터 사이토카인의 영향을 받아 활발한 섬유증식 반응이 일어나지 않고 결국 폐색성 변화가 일어나지 않는다. 동소성 기관이식 모델은 다른 이소성 기관이식에 비하여 보다 정확히 기관 이종이식의 임상 변화를 반영하나, 향후 기관 이종이식에서 일어나는 재상피화 과정의 양상에 관하여 보다 정확히 규명되어야 하는 숙제를 남기고 있다.

동소성 기관이식에서 재상피화 과정의 양상

   설치류를 대상으로 이소성 기관이식을 모델로 하여 재상피화 과정을 밝힌 논문은 많지만 동소성 기관이식을 모델로 하여 재상피화 과정을 밝힌 연구는 없었다. 동소성 기관이식 모델은 기관 이종이식을 시행한 상태에서 상피세포층의 변화를 연구하는 데 매우 의의가 있고, 재상피화의 특징적인 양상과 역학에 관한 연구는 미래에 인간에게 시도될 수 있는 기관이식에 중요한 역할을 하리라 생각된다.
   Ikonen 등은 동소성 기관이식은 이식 받은 마우스의 기관점막이 이식된 기관점막으로 재상피화 한다고 보고하였고,¹⁴⁾ Genden 등은 면역억제가 재상피화 과정의 양상에 영향을 준다고 보고하였다.¹⁷⁾ 재상피화 과정은 혈관이 풍부하고 증식인자(growth factor)의 확산이 일어나는 기관 막양부(membranous trachea)에서 일어난다. Barrow 등은 혈관 내피세포 성장인자(vascular endothelial growth factor), 칼시토닌유전자관련펩티드(calcitonin-gene related peptide), 타키키닌 P 물질(tachykinin substance P) 등과 같은 인자가 기관 상피세포층에서 화학주화반응(chemotactic)과 분열촉진반응(mitogenic)에 관여한다고 보고하였다.^21,22,23) Persson 등은 자가 상피세포층(autologous epithelium)에서의 재상피화 과정은 기관 막양부의 미세혈관에서 분비되는 증식인자에 의하여 일어난다고 보고하였다.²⁴⁾ 
   동소성 기관 이종이식은 이식수술 후 72시간 내에 수용측의 기저세포(basal cell)에 의하여 재증식이 일어나고, 이어서 가중층섬모원주상피(pseudostratified ciliated columnar epithelium)로 점진적인 분화가 일어난다고 한다. 수술 후 처음 14일에서 21일 동안 이종이식은 공여부와 수용부의 점막이 같이 존재하는 키메라(chimera) 상태로 존재하지만 면역억제하에서 48일 이후에는 상피세포층이 수여부 점막의 표현형(phenotype)으로 전환하게 된다. 재상피화 과정은 면역억제제 없이도 일어나지만 면역을 억제할 경우 재상피화 과정은 보다 보다 빠르고 치밀하게 일어난다. 사이클로스포린 A(cyclosporine A)와 같은 면역억제제의 사용은 염증인자의 분비를 막고 부정적 매개물의 분비를 조율하여 섬유증식 변화를 방지하고 보다 높은 밀도의 정상적인 섬유원주세포층을 만든다.
   재상피화 과정이 일어난 후 면역억제제의 사용을 끊어도 추가적인 거부반응은 일어나지 않는데, 이는 면역억제제를 끊은 후에도 재상피화가 섬유증식 반응을 방지함을 의미하고, 향후 기관이식이 임상적으로 실행될 경우 면역억제제는 지속적으로 사용될 필요가 없다는 것을 의미한다.

동소성 기관이식에서 재상피화에 대한 섬유소(Fibrin)와 혈관 내피세포 성장인자(VEGF)의 역할

   면역억제제의 장기간 사용으로 인한 합병증은 장기이식을 받은 환자에게서 매우 심각하게 나타나므로 후두나 신경, 사지, 기관과 같은 비활력 장기를 이식할 경우에 면역억제제의 사용은 더 제한을 받게 된다. 면역억제제 사용으로 인한 합병증을 줄이기 위해서 약제를 끊거나 면역내성(immune tolerance)의 유도, 공여자에만 작용하는 면역억제제의 사용이 시도되고 있지만, 실제로는 면역내성(immune tolerance) 유도의 경우는 실험적으로 사용되고 있고, 활력 장기이식의 경우 약제를 끊는 것은 공여자의 항원이 지속되므로 제한적으로 사용되고 있다. 그러나 기관 이종이식의 경우 다른 활력 장기이식과 달리 거부반응이 일어나는 표적이 기관점막이고 면역억제하에서 48일 이상 재상피화 과정이 점진적으로 일어난다.¹⁷⁾ 또한 기관 이종이식에서 재상피화 과정은 항원의 성질을 변화시키고 면역억제제를 끊은 후에도 급성 거부반응이 일어나지 않게 하여 유도 면역억제(induction immunosuppression)의 필요성을 제시하고 있다. 기관 이종이식에서 재상피화 과정의 양상을 연구하는 것은 거부반응 방지에 필수적인 유도 면역억제제의 사용기간을 줄이는 데 매우 중요하다. 이전 연구에서 혈관 내피세포성장인자가 혈관신생화 과정과 상피세포의 이동에 매우 중요한 역할을 한다는 보고가 있어,^25,26) 추가적인 혈관 내피세포성장인자에 관한 연구가 필요하게 되었다. 
   혈관 내피세포성장인자가 단독으로 상피세포 이동과 섬모의 밀도를 증가시키지는 않지만, 혈관 내피세포성장인자와 섬유소를 동시에 처리한 경우 면역억제하에서 상피세포의 이동을 증가시킨다고 보고하고 있다.²⁷⁾ 혈관 내피세포성장인자와 섬유소로 치료된 이종이식에서 거의 완전한 재상피화가 일어났고, 이는 혈관 내피세포성장인자와 섬유소가 상피세포의 이동과 기저세포의 분화에 지장을 초래하지 않는다는 결론을 내릴 수 있었다.²⁸⁾ 섬유소원(fibrinogen)과 아프로티닌(aprotinin), 트롬빈(thrombin)으로 구성되는 섬유소 기질(fibrin matrix)은 심한 허혈 상태에서 혈관생성(angiogenesis)을 촉진시키는 섬유모세포의 이동을 촉진시키는 것으로 알려져 왔다.²⁵⁾
   섬유소 기질은 증식인자의 효과적인 운반체이고, 혈관 내피세포 성장인자는 혈관생성의 강력한 자극원으로 알려져 왔고,^28,29) 최근 연구에서 혈관 내피세포성장인자의 효과적인 운반체계로서 섬유소 기질이 기능이 밝혀졌고 이런 기능이 증식인자의 분비를 촉진시키고 상피세포의 이동을 조절한다고 보고하고 있다.²⁷⁾ 동물실험 모델의 제한으로 인하여 혈관 내피세포 성장인자의 분해 비율은 측정하지 못하였으나, 조직학적 방법으로 상피세포의 이동과 분화는 밝혀졌다. 결론적으로 섬유소 기질이 증식인자의 전달체계로서 작용하고 상피세포의 이동을 촉진하여 기관 이종이식이라는 생복합체를 개선시킨다는 것을 알 수 있었다. 향후 혈관 내피세포 성장인자와 상피세포 이동과의 관계를 정립하고 이를 임상적 기관이식에 적용할 수 있는 방법을 찾는데 초점을 두어야 할 것이다.

재상피화된 동소성 이종 기관이식에서 만성 거부반응

   기관의 광범위한 결손은 임상적으로 매우 해결하기 힘든 문제이고 이때 기관이식은 협착이나 암종 수술 후에 나타날 수 있는 치명적인 결함을 해결 할 수 있는 유일한 방법이다. 불행하게도 다른 활력 장기이식과 같이 기관이식은 세포매개성 거부반응(cell-mediated rejection)에 매우 민감하다. 기관 이종이식 거부반응은 이식된 부분으로 CD4와 CD8 T 세포의 침윤으로 인하여 상피세포에 심한 손상과 섬모의 손상, 이식부위의 부종 등을 나타내는 특징을 가지고 있다. 이 분야의 대부분의 실험은 이소성 기관이식을 모델로 하여 수행되어왔고, 급성 거부반응은 섬유화와 기관폐색을 특징으로 하고 있다. 그러나 최근 동소성 기관 이식이 보다 임상적으로 타당한 모델로 소개 되었고, 동소성 기관 이종이식 거부반응은 기관의 염증과 섬유화, 고유층의 세포침윤에 의해 야기된 점진적인 호흡곤란과 천명을 나타내지만 완전한 기관폐색을 일으키지는 않는다. 이러한 차이가 완전히 밝혀지지는 않았지만, 최근 연구에서 기관 이종이식의 경우 수용부 점막의 재상피화 과정이 동소성 모델에서 기관 완전폐색을 방지하며, 반대로 이소성 모델에서는 재상피화 과정이 일어나지 않아 결국 기관 폐색이 일어난다.
   기관이식은 두 가지 특징이 있는데, 첫 번째 특징은 기관 거부반응의 주표적인 주조직적합체를 발현하는 상피세포층이 이식 후 수여부 상피세포층으로 대치되는 것이다. 비록 면역억제가 재상피화 과정에 역학적으로나 질적으로 영향을 줌으로써 이종이식의 재상피화 과정을 촉진시키지만 재상피화는 면역억제 없이도 일어난다.¹⁷⁾ 기관이식의 두 번째 특징으로 수지상 세포(dendritic cell)가 풍부하다는 것이다.³⁰⁾ 공여부 수지상 세포는 공여부 이종항원의 일차적인 자극원이기 때문에 기관은 특별히 강력한 면역 자극을 나타낸다.
   이전의 연구에서 면역억제를 한 기관이식에서 재상피화가 일어나 싸이클로스포린을 중단한 이후에도 급성 거부반응이 일어나지 않았고 이때 점막은 86% 이상의 섬모상피세포를 가진 정상 기관으로 보고하고 있다. 면역억제를 중단한 이후에 나타나는 급성 거부반응의 부재는 몇 가지 의문점이 있다. 첫 번째로 재상피화는 기관의 만성 거부반응도 방지할 것인가? 두 번째로 재상피화 이후 이종이식을 받은 동물은 공여부 주조직적합체 항원에 대하여 면역 과민반응을 나타낼 것인가? 세 번째로 이종이식된 부위에 공여부의 조직이 일부분이라도 존재할 것인가? 이러한 의문점은 최근 몇몇의 연구에 의하여 밝혀졌다.
   이식 후 50일 동안 면역억제를 시행하고 이후 50일 동안 면역억제를 중단한 후 이종 이식된 기관은 면역학적으로 조직학적으로 측정되었다. 공여측 마우스의 비장세포로 수여측의 비장세포를 재자극할 경우 인터페론 r(interferon r)의 분비나 증식으로 측정된 면역 과민반응은 나타나지 않았다. 조직학적으로 기관들은 T 세포의 침윤 없이 치밀한 섬모상피세포층을 나타내었다. 싸이클로스포린 A로 면역이 억제된 마우스에서 기관의 고유층은 섬유증식 반응이 일어나지 않았고 수여측 마우스로부터 T 세포의 침윤을 받지 않았다. 이는 면역억제를 중단한 이후에도 같은 현상이 일어나 만성 거부반응이 일어나지 않는다는 결론을 내릴 수 있다. 최근 연구들은 재상피화 이후에 기관 이종이식에서 면역억제를 중단한 이후에도 만성 거부반응이 나타나지 않고, 면역억제제인 싸이클로스포린은 T 세포대한 면역 과민반응을 방지하며, 이식 후 100일째에서 조차 공여부의 요소가 이식된 기관에 존재한다는 결론을 내리고 있다.

결     론

   장기이식은 치료적인 측면 뿐 아니라 삶의 질이라는 측면에 초점을 맞추어 동시에 발달하게 되었다. 10여 년 전만 해도 치료적인 측면에서 생존이 최대한의 목표였지만, 최근 삶의 질에 영향을 줄 수 있는 측면을 고려하고 있다. 
   삶의 질에 대한 관심은 특히 두경부종양 환자와 밀접한 관계가 있으며, 이는 두경부종양의 치료 결과가 잘 알려진 스트레스 요인이기 때문이다. 후두암은 높은 자살률이나 정신적 스트레스, 환자 삶의 질에 대한 부정적인 영향과 매우 밀접한 관계가 있다. 호흡을 위한 영구적 기관 개구부나 음성의 소실은 환자의 이미지나 정체성을 황폐화시키고 있다. Breibart 등은 두경부종양과 관련하여 두 가지 측면의 장애, 즉 기형과 기능장애를 언급하였다.³¹⁾ 기관이식은 외형 뿐 아니라 기능적인 측면을 고려할 수 있는 치료 방법으로, 그 의의가 매우 중요하다. 환자의 음성소실이나 영구적인 기관 개구부를 만드는 것에 대하여 매우 신중하여야 하는 이유는 실제로 환자들은 생존율을 높이는 것 보다 정상적인 후두의 형태와 음성으로 살아가기를 더 원하고 있다는 것이다. 이는 삶의 질에 대한 고려가 치료계획을 수립할 때 반드시 고려되어야 한다는 것을 입증하고 있다. 
   기관이나 후두와 같은 비활력 장기의 이식은 1950년 중반에 임상적인 장기이식이 소개된 이후 쟁점이 되어 왔으나, 비활력 장기의 이식에서 발생할 수 있는 위험성과 관련된 윤리적인 문제들이 이 분야의 연구들을 방해해 왔다. 그러나 이식 분야의 발달로 임상적인 장기이식과 관련된 합병증들이 크게 감소하게 되었고, 기관과 같은 비활력 장기이식에 대한 인식이 다시 대두되기 시작하였다.
   의학적인 치료의 발달로 환자들의 생명이 연장됨에 따라, 기능적인 상태, 자기 이미지, 삶의 질과 같은 측면에 환자들은 많은 관심을 가지게 되었다. 이러한 측면에서 기관이식은 매우 중요한 치료방법이며, 실험적으로나 일부 임상적으로 놀라운 성과를 이루고 있다. 그러나 임상적으로 인간에게 시도되기에는 많은 문제점이 있고, 실험적으로 밝혀져야 할 부분이 남아 있다. 이러한 부족한 면이 보완되고 연구된다면, 인간에서의 기관이식은 가까운 미래에 시도될 수 있으리라 예상된다.

1. Jaboulay M. La transplantation. Lyon Med 1906;107:575.

2. Grillo HC. Circumferential resection and reconstruction of the mediastinal and cervical trachea. Ann Surg 1965;162(3):374-88.

3. Neville WE, Bolanowski PJ, Soltanzadeh H. Prosthetic reconstruction of the trachea and carina. J Thorac Cardiovasc Surg 1976;72(4):525-38.

4. Leake D, Habal M, Pizzoferrato, Vespucci A. Prosthetic replacement of large defects of the cervical trachea in dogs. Biomaterials 1985;6(1):17-22.

5. Cohen RC, Filler RM, Konuma K, Bahoric A, Kent G, Smith C. A new model of tracheal stenosis and its repair with free periosteal grafts. J Thorac Cardiovsc Surg 1986;92(2):296-304.

6. Alonso WA, Bridger GP, Bordley JE. Tracheal transplantation in dogs. Laryngoscope 1972;82(2):204-9.

7. Silver CE, Rosen RG, Dardik I, Eisen H, Schwibner BH, Som ML. Transplantation of the canine larynx. Ann Surg 1970;172(1):142-50.

8. Yagi M, OguraJH, Kawasaki M, Takenouchi S. Physiological studies of the replanted canine larynx. Ann Otol Rhino Laryngol 1966;75(3):849-64.

9. Lenot B, Macchiarini P, Dulmet E, Weiss M, Dartevelle P. Tracheal allograft replacement: an unsuccessful method. Eur J Cardiothorac Surg 1993;7(12):648-52.

10. Delaere PR, Liu Z, Sciot R, Welvaart W. The role of immunosuppression in the long-term survival of tracheal allografts. Arch Otolaryngol Head Neck Surg 1996;122(11):1201-8.

11. Gannon PJ, Costantino PD, Lueg EA, Chaplin JM, Brandwein MS, Passalaqua PJ, et al. Use of the peritracheal fold in the dog tracheal transplantation model. Arch Otolaryngol Head Neck Surg 1999;125(9):959-63.

12. Beigel A, Muller-Ruchholtz W. Tracheal transplantation. I. The immunogenic effect of rat tracheal transplants. Arch Otorhinolaryngol 1984;240(2):185-92.

13. Genden EM, Mackinnon SE, Yu S, Hunter DA, Flye MW. Portal venous ultraviolet B-irradiated donor alloantigen prevents rejection in circumferential rat tracheal allografts. Otolaryngol Head Neck Surg 2001;124(5):481-8.

14. Ikonen TS, Brazelton TR, Berry GJ, Shorthouse RS, Morris RE. Epithelial re-growth is associated with inhibition of obliterative airway disease in orthotopic tracheal allografts in non-immunosuppressed rats. Transplantation 2000;70(6):857-63.

15. Genden EM, Boros P, Liu J, Bromberg JS, Mayer L. Orthotopic tracheal transplantation in the murine model. Transplantation 2002;73:1420-5.

16. Neuringer IP, Mannon RB, Coffman TM, Parsons M, Burns K, Yankaskas JR, et al. Immune cells in a mouse airway model of obliterative bronchiolitis. Am J Respir Cell Mol Biol 1998;19:379-86.

17. Genden EM, Iskander AJ, Bromberg JS, Mayer L. Orthotopic tracheal allografts undergo reepithelialization with recipient-derived epithelium. Arch Otolarngol Head Neck Surg 2003;129:118-23.

18. Reichenspurner H, Soni V, Nitschke M, Berry GJ, Brazelton TR, Shorthouse RS, et al. Obliterative airway disease after heterotopic tracheal xenotransplantation: Pathogenesis and prevention using new immunosuppressive agents. Transplantation 1997;64(3):373-83.

19. Boehler A, Chamberlain D, Xing Z, Slutsky AS, Jordana M, Gauldie J, et al. Adenovirus-mediated interleukin-10 gene transfer inhibits post-transplant fibrous airway obliteration in an animal model of bronchiolitis obliterans. Hum Gene Ther 1998;9:541-51.

20. Dosanjh A, Morris RE, Wan B. Bronchial epithelial cell-derived cytokine IL-10 and lung fibroblast proliferation. Transplant Proc 2001;33:352-4.

21. Barrow RE, Wang CJ, Evans MJ, Herndon DN. Growth factors accelerate epithelial repair in sheep trachea. Lung 1993;171:335-44.

22. White SR, Hershenson MB, Sigrist KS, Zimmermann A, Solway J. Proliferation of guinea pig tracheal epithelial cells induced by calcitonin gene-related peptide. Am J Respir Cell Mol Biol 1993;8:592-6.

23. Clement A, Riedel N, Brody JS. [3H]thymidine incorporation does not correlate with growth state in cultured alveolar type II cells. Am J Respir Cell Mol Biol 1990;3:159-64.

24. Persson CG, Erjefalt JS, Greiff L, Andersson M, Erjefalt I, Godfrey RW, et al. Plasma-derived proteins in airway defence, disease and repair of epithelial injury. Eur Respir J 1998;11:958-70.

25. Van Hinssbergh VW, Collen A, Koolwijk P. Role of fibrin matrix in angiogenesis. Ann N Y Acad Sci 200;936:426-37.

26. Santhosh Kumar TR, Krishnan LK. Endothelial growth factor (ECGF) enmeshed withfibrin matrix enhances proliferation of EC in vitro. Biomaterials 2001;22:2769-76.

27. Gordon R, Govindaraj S, Genden EM. Effect of fibrin matrix and vascular endothelial growth factor on reepithelialization of orthotopic murine tracheal transplans. Ann Otol Rhinol Laryngol 2004;113:797-804.

28. Koolwijk P, van Erck MG, de Vree WJ, Vermeer MA, Weich HA, Hanemaaijer R, et al. Cooperative effect of TNF alpha, bFGF, and VEGF on the formation of tubular structures of human microvascular endothelial cells in a fibrin matrix. Role of urokinase activity. J Cell Biol 1996;132:1177-88.

29. Becit N, Ceviz M, Kocak H, Yekeler I, Unlu Y, Celenk C, et al. The effect of vascular endothelial growth factor on angiogenesis: An experimental study. Eur Vasc En-dovasc Surg 2001;22:310-6.

30. Holt PG, Schon-Hegrad MA, Oliver G. MHC-class II antigen-bearing dentritic cells in pulmonary tissues of the rat. Regulation of antigen presentation activity by endogenous macrophage populations. J Exp Med 1998;167:262-74.

31. Breibart W, Holland J. Psychosocial aspects of head and neck cancer. Semin Oncol 1988;15(1):61-9.