Address for correspondence : Jeong-Hoon Oh, MD, PhD, Department of Otolaryngology-Head and Neck Surgery, College of Medicine, The Catholic University of Korea, 620-56 Jeonnong 1-dong, Dongdaemun-gu, Seoul 130-709, Korea
Tel : +82-2-958-2148, Fax : +82-2-959-5375, E-mail : ojhent@catholic.ac.kr 

서     론

   20세기에 Vacanti 등¹⁾이 합성 지지체에 결합시킨 소의 연골세포를 누드 마우스에 이식하여 새로운 연골조직을 생산함으로써 시작된 연골 조직공학의 발달은 단순히 조직을 많이 얻기 위한 기술적 방법의 한계를 벗어나 하나의 학문적 범주로서 그 범위를 확대해가고 있다. 인체의 연골은 연골세포와 세포 외 기질이 콜라겐 섬유의 3차원 결합에 의해 지지되는 비관혈적 구조를 가지고 있으며, 고도로 분화되어 제한적 증식능력을 가진 연골세포가 낮은 밀도로 배열되어 있고 이를 둘러싸는 기질의 순환 역시 느리게 일어나기 때문에 염증매개체에 매우 취약하며 재생능력 또한 매우 약하다.^2,3,4) 때문에 외상 등에 의하거나 선천적으로 연골의 부분 또는 전체적인 결손이 발생할 경우 체내에서 쉽게 재생이 되지 않아 치료에 어려움을 겪게 된다.⁵⁾ 특히 소이증이나 외상성 이개 손상에 의한 이개 연골의 결손은 이비인후과 영역에서도 매우 도전적인 분야 중 하나로서, 이개는 인체의 전체 표면적 중 극히 일부를 차지할 뿐이지만, 가장 복잡한 3차원 구조를 가지고 있기 때문에 단순히 그 외형을 모방하는 것만으로도 어려운 도전과제이고 현재까지도 완벽한 이개의 재생은 매우 요원한 목표이기도 하다.
   이개 연골은 후두개 연골과 함께 인체 내 탄성(elastic)연골을 구성하며, 기질 내 elastin 섬유의 분포에 의해 매우 강한 탄성을 가지면서도 원래의 형태를 유지하는 특성으로 유기질(hyaline)연골 및 섬유연골(fibrocartilage)과 구별된다.⁶⁾ 본 논문에서는 최근까지 진행되어 온 연골 조직공학의 여러 지견들을 정리하여 이를 이용한 이개 재건의 가능성에 대하여 고찰해 보고자 한다.

이개 재건을 위한 이식물 현황

   현재까지 연골부의 결손을 재건하기 위한 모든 경우에서 가장 이상적인 공여 조직은 면역 거부반응이나 감염의 위험을 피할 수 있는 자가 연골이다. 이개의 연골골격 재건에서도 다른 부위의 자가연골을 채취하여 사용하는 것이 가장 적합한 것으로 간주되어 왔으며, 필요한 양의 연골을 얻기 위한 공여부로 자가 늑연골이 가장 많이 사용되고 있다. 1971년에 Tanzer⁷⁾에 의해 최초로 자가 늑연골을 이용한 4단계의 재건술이 고안된 이후로, 많은 술자들이 이를 변형하며 발전시킨 다단계 이식술은 미국과 유럽의 대다수 국가에서 표준적인 소이증의 재건술 방법으로써 제시하고 있다. 하지만 이 수술법은 여러 차례에 걸친 마취로 인한 합병증의 위험 및 기흉, 술 후 동통, 흉터 및 흉곽 변형 등의 늑연골 공여부 합병증 외에 매우 경험이 많은 술자에 의해서도 수술결과가 일정치 않다는 약점이 존재하기 때문에 이를 대치하기 위한 술기의 개발이 지금까지도 시도되고 있으며,^3,8) 측두근막 피판을 이용하기도 하고, 자가조직이 아닌 이종 또는 합성물질을 이식물로서 이용하기도 한다.^9,10) 합성 이식물로서 초기에 각광받았던 실리콘은, 다른 대부분의 안면성형에서와 마찬가지로 높은 감염률과 돌출률로 인하여 최근에는 거의 사용되지 않는다. 이를 대신하여 Romo 등¹¹⁾은 다공성 폴리에틸렌(porous polyethylene)을 이용한 이개재건술을 다년간 보고하였다. 다공성 폴리에틸렌은 다루기 쉽고 조직반응이 상대적으로 작으며 이식물 내부로 연조직의 성장을 유도하여 안정적인 착상을 도모할 수 있어 합병증이 발생하더라도 피판술 등으로 비교적 용이하게 치료할 수 있다고 알려져 있기도 하다.¹²⁾ 이외에도 이식물을 체내에 이식하는 것과 별개로, 이개의 모양과 유사하게 제작된 보형물을 부착하는 방법 역시 이개 결손에 대한 치료방법의 하나로써 고려되고 있다. 제작된 인공 이개는 접착제를 통해 피부에 붙이거나 측두골에 고정시킨 금속 버튼을 이용하여 고정시키는데, 과거에 비해 제작 및 고정기술의 발전되어 다른 재건술이 실패하였을 경우에 이차적으로 고려할 수 있는 방법의 하나로서 그 적응증을 넓힐 수 있다.¹³⁾

연골 조직공학을 이용한 이식물의 생산

   필요한 양의 자가 연골조직을 얻을 수 없는 경우에, 결손부위에서 채취한 적은 양의 연골세포를 증식시켜 충분한 양의 연골을 얻을 수 있다면 공여부 이환율에 대한 문제 없이 아주 유용하게 쓰일 수 있으며, 특히 대부분의 다른 유기질연골과 다른 특성을 가진 이개 연골로부터 얻은 세포를 증식시켜 사용할 수 있다면 더욱 이상적이다. 이를 위해서는 결손조직의 세포로부터 증식된 연골조직이 정상에서와 같은 특성을 보여야만 하는데, 소이증 이개와 정상 이개의 연골세포 증식을 비교한 연구에서 신생연골을 누드 마우스에 이식하였을 때 모두 탄성연골의 조직학적 특징을 보인다는 보고가 있다.¹⁴⁾ 이처럼 성공적인 연골 조직공학을 위해서는 적절한 세포 자원(cell source)의 선택과 이에 걸맞는 생적합성 지지체(scaffold)의 조합이 필수적이다.¹⁵⁾ 세포 자원은 새로 형성되는 조직과 기질 생성의 근원으로서 반드시 필요하며, 세포들이 이식된 후 적절한 형태를 유지하면서 조직학적으로 안정된 형태로 증식해 나갈 수 있는 환경을 제공하는 지지체의 존재 역시 필수적 요소이다.
   조직공학적 연골의 생성을 위해서 사용할 수 있는 세포에는 크게 두 가지가 있는데 완전히 분화가 끝난 연골세포와 줄기세포에서 새로이 분화된 연골세포가 그것이다(Table 1).⁵⁾ 

세포 자원으로서의 연골세포

   조직공학적 연골의 생성을 위해서 사용할 수 있는 세포 자원으로는 현재까지 연골세포와 섬유아세포, 줄기세포 및 기타 유전적으로 변형된 세포들이 알려져 연구되고 있다. 연골세포는 자연연골의 기본 구성으로서 그 대사활동에 대한 광범위한 연구가 기존에 진행되어 온 대표적인 세포 자원이라 할 수 있다. 
   분화된 연골세포는 연골조직의 5~10%를 차지하며 원형의 형태를 가지고 2형 콜라겐 및 sulfated glycosaminoglycan(GAGs)과 같은 세포 외 기질(ECM)을 생산하는 특성을 가지고 있다. MMP와 TIMP가 관여된 동화작용과 촉매작용을 통해 연골 기질을 유지하는데, 연골세포를 세포 자원으로서 사용하기 위해서는 이러한 특성을 반드시 유지시켜야만 하며 이를 위해 많은 방법들이 제시되고 있다. 

연골세포 자원(Chondrocyte resources) 
   이개와 비중격, 늑연골 부위의 연골세포는 관절연골이나 기관연골에 비해 공여부 이환율의 문제가 비교적 적기 때문에 연골세포 채취부위로 많이 사용된다. 하지만 이들은 각각의 성분과 구조, 기능이 조금씩 달라서 어떤 공여부를 선택할지는 결손부의 특징과 면밀하게 일치시켜야 한다. 
   Van Osch 등¹⁶⁾의 연구에 의하면 이개 연골세포는 alginate bead를 이용한 3차원 배양에서 관절 연골세포에 비해 4배 더 빠른 속도로 2배 이상의 증식을 나타내었으며, in vivo로 이식된 연구에서도 관절연골에 비해 자연연골에 더 가까운 생화학적, 조직학적 특성을 나타내었다.¹⁷⁾ 비중격 연골은 용이한 접근성으로 인해 두경부 재건이나 성형수술에서의 공여조직으로 많은 주목을 받아온 유리질(hyaline) 연골로서 이개 연골세포와 마찬가지로 낮은 파종밀도(seeding density)에서도 매우 빠른 증식 능력을 보여준다. 

연골세포 증식(Chondrocyte expansion)
   공여부에서 얻은 연골세포의 양이 충분치 않으므로 이식 전에 계대배양 등의 과정을 거쳐 그 수를 충분히 증가시키는 것이 필요하다. 하지만 단층배양으로 연골세포 증식을 시도하면 탈분화(dedifferentiation)가 유도되어 proteoglycan과 2형 콜라겐의 합성이 억제되고 대신 1형 콜라겐이 증가되며,^6,18) 이러한 현상은 계대가 반복될수록 심해 연골로서의 생화학적 및 생물리학적 특성을 유지하지 못하는 결과를 초래한다.¹⁹⁾ 비가역적 탈분화의 발생은 콜라겐과 integrin, 성장인자(growth factors), matrix modulators의 발현 변화나 src homology collagen 또는 extracellular signal-regulated kinase 1/2과 같은 signaling proteins의 활성화를 통해 확인할 수 있다. 이를 억제하기 위한 여러 방법들이 제안되어 있는데, fibroblast growth factor-2(FGF-2), transforming growth factor-β(TGF-β), insulin-like growth factor(IGF)와 같은 성장인자들의 첨가가 단층배양 과정에서 연골세포의 탈분화를 억제하며,²⁰⁾ 이외에도 3차원 세포배양 기술이나 3차원 지지체의 사용, 생물반응기(bioreactor), 저산소분압 등이 배양과정에서 연골세포의 형질을 유지시키거나 탈분화된 연골세포의 재분화를 유도한다고 알려져 있다. 3차원 세포배양 기술은 연골조직 내에서 표면으로부터의 깊이에 따라 연골세포의 subpopulation이 달라지는 특성에 따른 것으로, Alginate beads나²¹⁾ Agarose,²²⁾ Fibrin glue 등으로 3차원 배지를 만들고 그 안에서의 배양을 통해 탈분화를 막고자 하는 방법이다(Fig. 1). 
   최근에는 생물반응기(bioreactor)에 의한 물리적 자극이 연골세포의 재분화를 촉진시킨다는 많은 연구가 있었으며, 생물반응기는 in vitro에서 유체역학적으로 낮은 강도의 전단력(shear stress)과 정수압(hydrostatic pressure), 압축력을 전달하도록 고안되어 in vivo에서와 유사한 환경을 조성함으로써 연골조직의 증식을 유도한다.²³⁾ 이들은 주로 3차원 지지체와 함께 사용되어 영양분의 전달을 증가시키고 기질 단백질의 생성을 촉진시키는데, 초기의 교반 플라스크(spinner flask) 형태에서 다공성 지지체로의 세포 부착과 분포에서 더 나은 결과를 보인 이후,²⁴⁾ perfusion,^25,26) parallel-plate,²⁷⁾ rotating wall,²⁸⁾ concentric cylinder,²⁹⁾ wavy-wall³⁰⁾ 등 다양한 형태의 생물반응기가 고안되어 지나친 전단력을 낮추고 axial mixing을 더욱 증가시켜준다. 한편 연골조직은 in vivo에서 낮은 산소분압의 조건을 가지며 이를 모방하여 in vitro에서 인위적으로 유사한 환경을 조성하였을 때 5% 정도의 낮은 산소분압에서 2형 콜라겐의 발현이 증가되는 양상을 보여 연골의 형성에 유리한 조건임을 보였다.³¹⁾ 맥동 초음파(pulsed ultrasound) 또한 연골세포의 배양과정에서 세포증식과 기질축적을 촉진하는 것으로 보고되지만 실제 신생연골의 형성과정에서는 생물반응기에서만큼 오랫동안 지속되지는 않는 것으로 알려져 있다.³²⁾

세포 자원으로서 줄기세포의 활용

   다른 수많은 줄기세포 연구에서와 마찬가지로, 배아 줄기세포와 성체 줄기세포는 각각의 장단점이 있다. 배아 줄기세포는 다능성(pluripotency)에도 불구하고 윤리적 문제와 분화조절의 어려움, 종양발생의 가능성 등에 대한 문제 해결이 쉽지 않다. 이와 달리 성체 줄기세포의 분화능력은 상대적으로 떨어지지만 배아 줄기세포에서 당면하는 문제들을 피할 수 있다.
   골수에서 유래하는 성체 줄기세포의 일종인 골수간엽줄기세포(bone marrow-derived mesenchymal stem cells는 TGF-β에 의해 쉽게 연골형성이 유도되며 다양한 종류의 3차원 지지체에서 배양이 가능하다. 하지만 간엽 줄기세포로부터 분화된 연골세포는 생체 내에서 연골의 특징뿐만 아니라 석회화, 혈관 유입 및 제 10형 교원질의 합성이 매우 두드러지는 연골비대화를 나타내어,³³⁾ 생성된 기질의 강도가 만족스럽지 못하게 되고 이는 줄기세포의 이용에 큰 제한점으로 작용한다.³⁴⁾ 한편 지방조직은 골수와 같이 간엽에서 유래하고 쉽게 분리되는 지지구조를 함유하여 또 다른 줄기세포의 원천이 될 수 있으며, Zuk 등³⁵⁾은 지방 추출물 안에서 줄기세포로 추정되는 세포들을 발견하여 이를 지방줄기세포(adipose-derived stem cellss)라고 명명하였다. 이 세포들은 지방조직에서 쉽게 추출하여 분리할 수 있고, 배양시 안정적인 성장과 증식을 보여 주며, 골수줄기세포와 같이 다양한 세포로의 분화가 가능하다. 또한 TGF-β, ascorbate, dexamethasone과 함께 3차원 배양 환경에서 연골분화가 가능하여 연골 조직공학의 새로운 세포자원으로서 각광받고 있다.^36,37,38)

지지체(Scaffolds)

   지지체는 세포가 연골조직을 구성할 수 있게끔 3차원 환경을 조성하여 주며 수많은 형태의 지지체 물질들이 고안되어 세포 전달(cell delivery)에 사용되어 왔다.^5,15) 이상적인 지지체의 조건은 1) 점진적이고 조절 가능한 분해성(controlled degradation), 2) 세포의 생존과 분화 및 세포 외 기질(ECM)의 생산을 촉진, 3) 영양분과 노폐물의 이동이 용이, 4) 주변의 연골조직과 생착 및 융합능, 5) 결손 범위에 알맞은 크기의 유지, 6) 결손부위의 위치에 따라 적절한 물리적 안정 유지 등을 만족하여야 한다.¹⁸⁾ 
   첫째 조건인 지지체의 점진적 분해는 가수분해나 효소의 작용에 의해 이루어지며, 이의 속도와 방향을 조절함으로써 새로운 생체조직의 성장을 촉진할 수 있다. 일반적으로 분해성의 지지체가 비분해성 지지체에 비해서 세포 외 기질의 성장에 더 유리하기는 하지만, 분해 속도가 너무 빠르면 이식조직의 구조와 형태의 유지가 어렵고 반대로 분해 속도가 너무 느릴 경우 기질의 성장을 방해할 수 있기 때문에 적절한 분해 속도를 찾아내는 것 역시 필요하다.
   지지체를 디자인하는 데 있어서 세포의 파종밀도와 방법이 매우 중요한데, 그 이유는 정상 연골조직에서와 마찬가지로 세포 간 대사작용의 유지를 위해서는 적절한 세포밀도의 유지가 필수적이기 때문이다. 대부분의 연구들에서 세포밀도의 유지를 위해 초기 배양시 응집 상태를 유지하거나 고밀도로 배양하며, 초기에 세포밀도를 높이면 세포 외 기질의 합성과 축적이 함께 증가된다는 보고들이 있다.^24,39)
   수많은 종류의 천연 또는 합성 물질들이 지지체로서 사용되고 있다. 천연 중합체의 일종인 alginate, agarose, fibrin, hydroxyapatite(HA), collagen, gelatin, chitosan, chondroitin sulfate, cellulose 들은 세포 표면의 수용체를 통한 상호반응으로 세포의 기능에 직접적으로 관여하는 장점이 있지만 이를 통해 야기되는 면역반응이 문제가 되기도 한다. 또한 천연 중합체는 물리적 압력이나 숙주의 효소분해에 대해 취약한 속성을 가지고 있다. 반면에 합성 중합체의 일종인 poly(α- hydroxy esters), Polyethylene glycol(PEG), poly(NiPAAm), poly(propylene fumarates), polyurethanes 등은 제조과정에서 요구조건에 따라 물리적, 화학적 성질을 적절히 변형시킬 수 있다는 장점이 있다. 하지만 이들은 대개 세포와의 상호반응이 약하기 때문에 세포 부착이 원활하지 못해 세포신호전달과 기질 리모델링에서 문제를 일으키기도 한다. 또한 분해과정에서 나오는 독성 부산물이 염증반응을 일으키기 쉽다.
   지지체는 하이드로젤(hydrogels), 다공성 스폰지(sponges), 섬유망(fibrous meshes) 등의 형태로 구분할 수 있다.

하이드로젤(Hydrogels)
   하이드로젤은 수용성으로 결손 부위를 쉽게 채워주는 특성 때문에 주사제(injectable scaffolds)로 사용할 수 있어서 덜 침습적이고 위험률이 낮은 등 많은 유리한 조건을 가지고 있다. 또한 지지체를 통한 영양분과 수분의 전달이 용이하고 세포들이 3차원적으로 균일하게 분포할 수 있는 환경을 제공함으로써 연골세포의 형태와 형질 유지가 용이하도록 하지만, 생리적 환경에서처럼 기계적 하중을 세포로 직접 전달하기 때문에 지지체의 견고한 지지가 필요한 경우에는 큰 단점이 되기도 한다.⁴⁰⁾ 하이드로젤은 물리적 또는 화학적 결합에 의한 교차결합 구조를 가지고 있으며, 각 구조들의 분자량이나 교차결합의 종류와 밀도에 따라 종창률(swelling ratio)과 분해속도가 달라진다. 광중합(photopolymerization)이란 자외선이나 가시광선을 이용하여 하이드로젤의 화학적 교차결합을 유도함으로써 중합체를 생산하는 중합반응 방법을 말하며, 이를 통해 균일한 세포 파종을 이루고 중합반응의 속도와 밀도를 조절할 수 있다.⁴¹⁾ PEG 불활성 중합체로서 하이드로젤과의 교차결합에 의해 연골생성을 촉진하는 작용을 하게 된다.⁴⁰⁾ Lee 등⁴²⁾은 PEG 하이드로젤이 1형 콜라겐의 일종인 Collagen mimetic peptide(CMP)와 공유결합되면 외부로부터의 1형 콜라겐 확산을 억제함으로써 세포 외 기질의 생성을 증가시킨다고 보고하였다. 
   HA는 선형 다당류의 일종으로서 연골조직 내에서 황산 케라틴 및 황산 콘드로이틴과 결합하여 기질의 중요 성분인 aggrecan을 형성하여 세포 형성과 증식, 염증반응 및 상처회복에 관여하고 hyaluronidase에 의해 분해된다.⁴³⁾ HA는 연골세포 표면의 세포수용체(CD44, CD54, CD168)에 작용하여 생반응성 지지체로서 작용할 수 있으며, HA의 특성을 변화시킴으로써 in vivo에서 이개 연골세포를 이용한 신생연골의 형성에 영향을 미치게 된다.⁴⁴⁾ Liu 등⁴⁵⁾은 토끼의 in vivo 결손 모델의 간엽줄기세포 연골형성에 HA-gelatin 하이드로젤 지지체의 영향에 대한 연구에서 간엽줄기세포만으로 형성된 연골은 주변부 일부에서만 유리질 연골과 유사한 조직을 보이고 중심부는 섬유화되어 버린다. 이에 반해 HA-gelatin 하이드로젤 지지체에 파종되어 이식된 간엽줄기세포는 투명한 탄성 연골의 특성을 보이면서 주변의 연골 조직과 잘 융합되는 결과를 보고하였다. Fibrinogen과 thrombin의 중합에 의해 형성되는 천연 중합체인 섬유소 풀(fibrin glue)은 integrin을 통한 세포-기질 반응에 관여하며, 상처 접착제로도 이용될 만큼 좋은 생적합성을 가지고 있다.⁴⁶⁾ 자가혈액으로 만들 수 있기 때문에 훌륭한 천연 지지체가 될 수 있지만, in vivo에서 쉽게 수축하는 단점이 있다. 최근에는 장기간 안정적으로 유지되는 섬유소 풀이 개발되어 사용되고 있다.⁴⁷⁾
   Alginate는 갈조류에서 발견되는 다중 음이온(polyanionic) 중합체의 한 종류로서 이가 양이온(bivalent cation)과 교차결합하여 안정된 젤 형태를 구성한다. Alginate beads와 하이드로젤을 이용하여 연골세포를 증식시키고 줄기세포의 분화를 유도하는 연구들이 진행되어 왔으며,^48,49,50) 합성 펩티드와 같은 다른 물질의 결합에 의해 하이브리드 결합체를 구성하기도 하였다.^51,52) In vitro에서의 여러 장점에도 불구하고, alginate를 in vivo에서 지지체로 사용하는 데 있어서는 낮은 기계적 특성과 느린 분해속도가 한계로 작용한다. 해초에서 추출되는 다당류의 일종인 agarose는 온도에 따라 고형이 되는 특성을 가지고 있으며, 전달되는 압축력을 세포로 그대로 전달하기 때문에 세포에 가해지는 압력의 영향을 연구할 때 많이 사용된다. 키토산(chitosan)은 절지동물의 외골격을 이루는 성분의 하나인 chitin의 생합성 다당류로서 상온에서는 액체 상태로 존재하지만 생체 온도에서는 젤 형태를 유지하며, 생체 내에서 lysozyme에 의해 분해되고 growth factor와 같은 단백질과 작용한다. 최근에는 키토산의 교차결합을 통해 2차원, 3차원 배양에서 연골세포의 형질을 유지시키는 방법들이 연구되고 있다.

다공성 스폰지(Sponges)
   다공성 스폰지의 특성은 미세공의 크기와 다공성의 정도, 결합력에 따라 결정되고 이에 의해 세포의 이동성과 기질의 침착, 영양분의 이동이 달라지게 된다. 다공성 구조를 가진 지지체를 생산하는 기술적 방법으로서 porogen leaching, freeze-drying, gas foaming 등의 방법이 있으며 각 방법에 따라 수많은 종류의 천연 및 합성 중합체들을 이용하여 다공성 스폰지 구조의 지지체를 만들어낼 수 있다. 예를 들어 키토산은 freeze-drying과 lyophilization에 의해 스폰지 형태로 생산할 수 있으며, 키토산-gelatin 하이브리드 지지체는 2형 콜라겐과 elastin 섬유 및 GAG의 생산에서 자연 이개 연골에서와 거의 유사한 구성을 보이기 때문에 신생 이개 연골의 지지체로서 사용되기도 하였다.⁵³⁾

섬유망(Fibrous meshes)
   섬유망은 직물(Woven Fiber)과 부직포(Non-Woven Fiber)의 망으로 구성되며 허공용적(void volume) 및 섬유의 직경과 방향성에 따라 세포 특성이 결정된다. 부직포 섬유망은 허공용적과 표면적이 넓어서 조직재생에 매우 유리한 반면에, 직물망은 강도와 다공성이 매우 좋다. 대개 조립식으로 in vitro에서 세포와 함께 배양된 후 나중에 이식되는데, 균일하지 않은 결손부위에 이식되는 경우 주변 조직과의 접촉에 문제가 있어서 완벽히 부착되지 않는 문제가 있다. 3차원 섬유증착(3D fiber deposition)은 이러한 문제를 극복하고 연골조직과 유사한 수준의 기계적 강도를 갖게 할 수 있는 방법의 하나로서 제시되고 있으며,⁵⁴⁾ 최근에는 나노기술을 접목하여 굵기가 수십에서 수백 nm에 불과한 초극세사를 이용하여 생산된 지지체의 연구가 활발히 진행되고 있다. 이는 중합체에 전기 및 유체역학적 힘을 가해 원료물질 내부에서 전기적 반발력에 의해 분자들이 뭉치도록 유도함으로써 용액 상태의 중합체를 순간적으로 섬유형태로 방사하는 전기방사(electrospinning) 방식을 통해 생산하며, 이렇게 생산된 나노섬유를 이용하여 제작된 지지체는 조립이 가능하고 특정 조직의 이방성(anisotropic) 구조를 모방할 수도 있다.⁵⁵⁾
   이미 20세기부터 봉합사나 약물 전달체 또는 이식물로서 광범위하게 사용되어 온 합성 중합체인 poly(α-hydroxy esters)가 연골재생을 위한 섬유망으로 흔히 사용되며, 여기에는 poly(lactic acid)(PLA), polygiycolic acid(PGA) 및 이들의 혼성중합체(copolymers)인 poly(lactic-co-glycolic acid)(PLGA) 등이 모두 포함된다. PGA가 친수성으로 대사과정에서 완전히 흡수되는 데 반해 PLA는 소수성으로서 분해속도가 상대적으로 느리기 때문에, PGA와 PLA의 혼성중합체를 제작함으로써 기계적 특성이나 분해속도를 조절할 수 있다. Shin 등⁵⁶⁾의 연구에 의하면 50 : 50의 구성성분을 가진 PLGA 지지체는 75 : 25 PLGA에 비해 PGA의 비율이 높기 때문에 더 빨리 분해된다. 이외에 천연 유기화합물인 섬유소(cellulose) 및 HA 파생물 역시 섬유망 지지체로서 사용할 수 있다.^57,58) 

성장촉진인자(Stimulating Factors)

   TGF-β, FGF, BMP, IGF와 같은 많은 종류의 성장인자들이 여러 배양조건하에서 세포의 생존과 성장을 촉진하기 위해 사용되어 왔다. TGF-β 군은 연골의 발달에 있어서 가장 중요한 역할을 하는 성장인자로 알려져 있으며, 이들은 배아 줄기세포와 성체 간엽줄기세포에서의 연골형성을 유도하고 연골세포의 증식과 기질 생산을 촉진한다. 몇 종류의 TGF-β 이성체(isoforms)들이 각기 다른 역할을 하는데, TGF-β1은 간세포(progenitor cell)에서 초기 세포 간 반응에 관여하며⁵⁹⁾ TGF-β2는 비대성 분화를 중개하고,⁶⁰⁾ TGF-β3은 간엽줄기세포의 분화에 효과가 있다.⁶¹⁾ 기타 다른 성장인자로써 IGF-1은 proteoglycan과 2형 콜라겐의 생성을 촉진하며,⁶²⁾ FGF-2는 단층배양시 연골세포의 형질을 유지시키고 세포 증식을 촉진함으로써 기질의 축적과 상처 회복에 관여한다.^63,64) BMP는 연골과 골의 생성에 모두 관여하므로 주로 골-연골 복합 결손 부위에서 이식물의 생착을 촉진하는 데 많이 사용되는데, 특히 BMP-2와 7은 복합적으로 작용하여 연골세포의 기질생산을 촉진하며,⁶⁵⁾ BMP-2는 2형 콜라겐과 aggrecan의 발현을 촉진하고,^65,66) BMP-7은 기질의 생성을 촉진하고 지지체 내로 섬유아세포의 침윤을 억제하는 기능을 한다.⁶⁷⁾
   성장인자들이 지지체 내로 전달되어 그 기능을 할 수 있도록 하기 위한 여러 방법들이 개발되어 왔으며, 이들은 지지체 내에 직접 첨가되거나 미립자(microsphere) 또는 극미립자(microparticle)의 형태로 변형되어 더해지기도 한다. 이들의 용출(release profile)은 각 입자의 분해 및 확산 특성에 의해 좌우되는데, 지지체와의 교차결합 밀도나 미립자의 크기를 변화시킴으로써 조절할 수 있다.¹⁸⁾ 많은 연구에서 TGF-β와 IGF-1을 병합하여 사용할 경우 더 효과적임을 보고하였지만,⁶⁸⁾ 어떤 연구에서는 이러한 병합요법이 in vivo에서는 in vitro에서만큼 큰 효과를 보이지 않음을 보고하기도 하였다.⁶⁹⁾

결     론

   최근의 괄목할만한 발전에도 불구하고, 이개의 골격을 이루기 위해 개발된 수많은 조직공학적 연골들은 기계적, 생화학적, 조직학적 특징에서 아직 자연 연골조직을 대치할 수 있을 만큼의 특성을 보여주지는 못하고 있다. 또한 생산된 연골을 임상적으로 이용하기 위해서는 배양 및 증식과정에서 발생할 수 있는 오염 및 감염, 면역 반응과 같은 문제들이 우선 해결되어야만 한다. 하지만 이러한 과제들이 하나씩 해결되어나가면 탄성연골의 특성을 고스란히 가진 신생 연골조직의 상업적 이용이 요원하지만은 않을 것이다.

1. Vacanti CA, Langer R, Schloo B, Vacanti JP. Synthetic polymers seeded with chondrocytes provide a template for new cartilage formation. Plast Reconstr Surg 1991;88(5):753-9.

2. Wang Y, Kim UJ, Blasioli DJ, Kim HJ, Kaplan DL. In vitro cartilage tissue engineering with 3D porous aqueous-derived silk scaffolds and mesenchymal stem cells. Biomaterials 2005;26(34):7082-94.

3. Ciorba A, Martini A. Tissue engineering and cartilage regeneration for auricular reconstruction. Int J Pediatr Otorhinolaryngol 2006;70(9):1507-15.

4. Sterodimas A, de Faria J, Correa WE, Pitanguy I. Tissue engineering and auricular reconstruction: a review. J Plast Reconstr Aesthet Surg 2009;62(4):447-52.

5. Jin HR. Tissue Engineered Human Cartilage. Korean J Otolaryngol-Head Neck Surg 2003;46(5):355-63.

6. Nabzdyk C, Pradhan L, Molina J, Perin E, Paniagua D, Rosenstrauch D. Review: auricular chondrocytes - from benchwork to clinical applications. In Vivo 2009;23(3):369-80.

7. Tanzer RC. Total reconstruction of the auricle. The evolution of a plan of treatment. Plast Reconstr Surg 1971;47(6):523-33.

8. Zim SA. Microtia reconstruction: an update. Curr Opin Otolaryngol Head Neck Surg 2003;11(4):275-81.

9. Olson KL, Manolidis S. The pedicled superficial temporalis fascial flap: a new method for reconstruction in otologic surgery. Otolaryngol Head Neck Surg 2002;126(5):538-47.

10. Renner G, Lane RV. Auricular reconstruction: an update. Curr Opin Otolaryngol Head Neck Surg 2004;12(4):277-80.

11. Romo T 3rd, Fozo MS, Sclafani AP. Microtia reconstruction using a porous polyethylene framework. Facial Plast Surg 2000;16(1):15-22.

12. Williams JD, Romo T 3rd, Sclafani AP, Cho H. Porous high-density polyethylene implants in auricular reconstruction. Arch Otolaryngol Head Neck Surg 1997;123(6):578-83.

13. Thorne CH, Brecht LE, Bradley JP, Levine JP, Hammerschlag P, Longaker MT. Auricular reconstruction: indications for autogenous and prosthetic techniques. Plast Reconstr Surg 2001;107(5):1241-52.

14. Kamil SH, Vacanti MP, Vacanti CA, Eavey RD. Microtia chondrocytes as a donor source for tissue-engineered cartilage. Laryngoscope 2004;114(12):2187-90.

15. Kim SW. Tissue engineering in otorhinolaryngology. Korean J Otorhinolaryngol-Head Neck Surg 2008;51(5):410-5.

16. Van Osch GJ, Mandl EW, Jahr H, Koevoet W, Nolst-Trenité G, Verhaar JA. Considerations on the use of ear chondrocytes as donor chondrocytes for cartilage tissue engineering. Biorheology 2004;41(3-4):411-21.

17. Panossian A, Ashiku S, Kirchhoff CH, Randolph MA, Yaremchuk MJ. Effects of cell concentration and growth period on articular and ear chondrocyte transplants for tissue engineering. Plast Reconstr Surg 2001;108(2):392-402.

18. Chung C, Burdick JA. Engineering cartilage tissue. Adv Drug Deliv Rev 2008;60(2):243-62.

19. Chung C, Mesa J, Miller GJ, Randolph MA, Gill TJ, Burdick JA. Effects of auricular chondrocyte expansion on neocartilage formation in photocrosslinked hyaluronic acid networks. Tissue Eng 2006;12(9):2665-73.

20. Martin I, Vunjak-Novakovic G, Yang J, Langer R, Freed LE. Mammalian chondrocytes expanded in the presence of fibroblast growth factor 2 maintain the ability to differentiate and regenerate three-dimensional cartilaginous tissue. Exp Cell Res 1999;253(2):681-8.

21. Homicz MR, Chia SH, Schumacher BL, Masuda K, Thonar EJ, Sah RL, et al. Human septal chondrocyte redifferentiation in alginate, polyglycolic acid scaffold, and monolayer culture. Laryngoscope 2003;113(1):25-32.

22. Buschmann MD, Gluzband YA, Grodzinsky AJ, Kimura JH, Hunziker EB. Chondrocytes in agarose culture synthesize a mechanically functional extracellular matrix. J Orthop Res 1992;10(6):745-58.

23. Schulz RM, Bader A. Cartilage tissue engineering and bioreactor systems for the cultivation and stimulation of chondrocytes. Eur Biophys J 2007;36(4-5):539-68.

24. Freed LE, Marquis JC, Langer R, Vunjak-Novakovic G, Emmanual J. Composition of cell-polymer cartilage implants. Biotechnol Bioeng 1994;43(7):605-14.

25. Pazzano D, Mercier KA, Moran JM, Fong SS, DiBiasio DD, Rulfs JX, et al. Comparison of chondrogensis in static and perfused bioreactor culture. Biotechnol Prog 2000;16(5):893-6.

26. Xu X, Urban JP, Tirlapur U, Wu MH, Cui Z, Cui Z. Influence of perfusion on metabolism and matrix production by bovine articular chondrocytes in hydrogel scaffolds. Biotechnol Bioeng 2006;93(6):1103-11.

27. Gemmiti CV, Guldberg RE. Fluid flow increases type II collagen deposition and tensile mechanical properties in bioreactor-grown tissue-engineered cartilage. Tissue Eng 2006;12(3):469-79.

28. Freed LE, Hollander AP, Martin I, Barry JR, Langer R, Vunjak-Novakovic G. Chondrogenesis in a cell-polymer-bioreactor system. Exp Cell Res 1998;240(1):58-65.

29. Saini S, Wick TM. Concentric cylinder bioreactor for production of tissue engineered cartilage: effect of seeding density and hydrodynamic loading on construct development. Biotechnol Prog 2003;19(2):510-21.

30. Bueno EM, Bilgen B, Barabino GA. Wavy-walled bioreactor supports increased cell proliferation and matrix deposition in engineered cartilage constructs. Tissue Eng 2005;11(11-12):1699-709.

31. Hansen U, Schünke M, Domm C, Ioannidis N, Hassenpflug J, Gehrke T, et al. Combination of reduced oxygen tension and intermittent hydrostatic pressure: a useful tool in articular cartilage tissue engineering. J Biomech 2001;34(7):941-9.

32. Hsu SH, Kuo CC, Whu SW, Lin CH, Tsai CL. The effect of ultrasound stimulation versus bioreactors on neocartilage formation in tissue engineering scaffolds seeded with human chondrocytes in vitro. Biomol Eng 2006;23(5):259-64.

33. Pelttari K, Winter A, Steck E, Goetzke K, Hennig T, Ochs BG, et al. Premature induction of hypertrophy during in vitro chondrogenesis of human mesenchymal stem cells correlates with calcification and vascular invasion after ectopic transplantation in SCID mice. Arthritis Rheum 2006;54(10):3254-66.

34. Mauck RL, Yuan X, Tuan RS. Chondrogenic differentiation and functional maturation of bovine mesenchymal stem cells in long-term agarose culture. Osteoarthritis Cartilage 2006;14(2):179-89.

35. Zuk PA, Zhu M, Mizuno H, Huang J, Futrell JW, Katz AJ, et al. Multilineage cells from human adipose tissue: implications for cell-based therapies. Tissue Eng 2001;7(2):211-28.

36. Zuk PA, Zhu M, Ashjian P, De Ugarte DA, Huang JI, Mizuno H, et al. Human adipose tissue is a source of multipotent stem cells. Mol Biol Cell 2002;13(12):4279-95.

37. Masuoka K, Asazuma T, Hattori H, Yoshihara Y, Sato M, Matsumura K, et al. Tissue engineering of articular cartilage with autologous cultured adipose tissue-derived stromal cells using atelocollagen honeycomb-shaped scaffold with a membrane sealing in rabbits. J Biomed Mater Res B Appl Biomater 2006;79(1):25-34.

38. Betre H, Ong SR, Guilak F, Chilkoti A, Fermor B, Setton LA. Chondrocytic differentiation of human adipose-derived adult stem cells in elastin-like polypeptide. Biomaterials 2006;27(1):91-9.

39. Iwasa J, Ochi M, Uchio Y, Katsube K, Adachi N, Kawasaki K. Effects of cell density on proliferation and matrix synthesis of chondrocytes embedded in atelocollagen gel. Artif Organs 2003;27(3):249-55.

40. Bryant SJ, Anseth KS. Hydrogel properties influence ECM production by chondrocytes photoencapsulated in poly (ethylene glycol) hydrogels. J Biomed Mater Res 2002;59(1):63-72.

41. Bryant SJ, Anseth KS. The effects of scaffold thickness on tissue engineered cartilage in photocrosslinked poly (ethylene oxide) hydrogels. Biomaterials 2001;22(6):619-26.

42. Lee HJ, Lee JS, Chansakul T, Yu C, Elisseeff JH, Yu SM. Collagen mimetic peptide-conjugated photopolymerizable PEG hydrogel. Biomaterials 2006;27(30):5268-76.

43. Chen WY, Abatangelo G. Functions of hyaluronan in wound repair. Wound Repair Regen 1999;7(2):79-89.

44. Chung C, Mesa J, Randolph MA, Yaremchuk M, Burdick JA. Influence of gel properties on neocartilage formation by auricular chondrocytes photoencapsulated in hyaluronic acid networks. J Biomed Mater Res A 2006;77(3):518-25.

45. Liu Y, Shu XZ, Prestwich GD. Osteochondral defect repair with autologous bone marrow-derived mesenchymal stem cells in an injectable, in situ, cross-linked synthetic extracellular matrix. Tissue Eng 2006;12(12):3405-16.

46. Mosesson MW. Fibrinogen and fibrin structure and functions. J Thromb Haemost 2005;3(8):1894-904.

47. Eyrich D, Brandl F, Appel B, Wiese H, Maier G, Wenzel M, et al. Long-term stable fibrin gels for cartilage engineering. Biomaterials 2007;28(1):55-65.

48. Awad HA, Wickham MQ, Leddy HA, Gimble JM, Guilak F. Chondrogenic differentiation of adipose-derived adult stem cells in agarose, alginate, and gelatin scaffolds. Biomaterials 2004;25(16):3211-22.

49. Erickson GR, Gimble JM, Franklin DM, Rice HE, Awad H, Guilak F. Chondrogenic potential of adipose tissue-derived stromal cells in vitro and in vivo. Biochem Biophys Res Commun 2002;290(2):763-9.

50. Lin Y, Luo E, Chen X, Liu L, Qiao J, Yan Z, et al. Molecular and cellular characterization during chondrogenic differentiation of adipose tissue-derived stromal cells in vitro and cartilage formation in vivo. J Cell Mol Med 2005;9(4):929-39.

51. Schagemann JC, Mrosek EH, Landers R, Kurz H, Erggelet C. Morphology and function of ovine articular cartilage chondrocytes in 3-d hydrogel culture. Cells Tissues Organs 2006;182(2):89-97.

52. Connelly JT, García AJ, Levenston ME. Inhibition of in vitro chondrogenesis in RGD-modified three-dimensional alginate gels. Biomaterials 2007;28(6):1071-83.

53. Xia W, Liu W, Cui L, Liu Y, Zhong W, Liu D, et al. Tissue engineering of cartilage with the use of chitosan-gelatin complex scaffolds. J Biomed Mater Res B Appl Biomater 2004;71(2):373-80.

54. Woodfield TB, Malda J, de Wijn J, Péters F, Riesle J, van Blitterswijk CA. Design of porous scaffolds for cartilage tissue engineering using a three-dimensional fiber-deposition technique. Biomaterials 2004;25(18):4149-61.

55. Li WJ, Danielson KG, Alexander PG, Tuan RS. Biological response of chondrocytes cultured in three-dimensional nanofibrous poly (epsilon-caprolactone) scaffolds. J Biomed Mater Res A 2003;67(4):1105-14.

56. Shin HJ, Lee CH, Cho IH, Kim YJ, Lee YJ, Kim IA, et al. Electrospun PLGA nanofiber scaffolds for articular cartilage reconstruction: mechanical stability, degradation and cellular responses under mechanical stimulation in vitro. J Biomater Sci Polym Ed 2006;17(1-2):103-19.

57. Müller FA, Müller L, Hofmann I, Greil P, Wenzel MM, Staudenmaier R. Cellulose-based scaffold materials for cartilage tissue engineering. Biomaterials 2006;27(21):3955-63.

58. Girotto D, Urbani S, Brun P, Renier D, Barbucci R, Abatangelo G. Tissue-specific gene expression in chondrocytes grown on three-dimensional hyaluronic acid scaffolds. Biomaterials 2003;24(19):3265-75.

59. Tuli R, Tuli S, Nandi S, Huang X, Manner PA, Hozack WJ, et al. Transforming growth factor-beta-mediated chondrogenesis of human mesenchymal progenitor cells involves N-cadherin and mitogen-activated protein kinase and Wnt signaling cross-talk. J Biol Chem 2003;278(42):41227-36.

60. Gooch KJ, Kwon JH, Blunk T, Langer R, Freed LE, Vunjak-Novakovic G. Effects of mixing intensity on tissue-engineered cartilage. Biotechnol Bioeng 2001;72(4):402-7.

61. Roberts AB, Kondaiah P, Rosa F, Watanabe S, Good P, Danielpour D, et al. Mesoderm induction in Xenopus laevis distinguishes between the various TGF-beta isoforms. Growth Factors 1990;3(4):277-86.

62. Gooch KJ, Blunk T, Courter DL, Sieminski AL, Bursac PM, Vunjak-Novakovic G, et al. IGF-I and mechanical environment interact to modulate engineered cartilage development. Biochem Biophys Res Commun 2001;286(5):909-15.

63. Martin I, Suetterlin R, Baschong W, Heberer M, Vunjak-Novakovic G, Freed LE. Enhanced cartilage tissue engineering by sequential exposure of chondrocytes to FGF-2 during 2D expansion and BMP-2 during 3D cultivation. J Cell Biochem 2001;83(1):121-8.

64. Miot S, Scandiucci de Freitas P, Wirz D, Daniels AU, Sims TJ, Hollander AP, et al. Cartilage tissue engineering by expanded goat articular chondrocytes. J Orthop Res 2006;24(5):1078-85.

65. Hicks DL, Sage AB, Shelton E, Schumacher BL, Sah RL, Watson D. Effect of bone morphogenetic proteins 2 and 7 on septal chondrocytes in alginate. Otolaryngol Head Neck Surg 2007;136(3):373-9.

66. Park Y, Sugimoto M, Watrin A, Chiquet M, Hunziker EB. BMP-2 induces the expression of chondrocyte-specific genes in bovine synovium-derived progenitor cells cultured in three-dimensional alginate hydrogel. Osteoarthritis Cartilage 2005;13(6):527-36.

67. Kaps C, Bramlage C, Smolian H, Haisch A, Ungethüm U, Burmester GR, et al. Bone morphogenetic proteins promote cartilage differentiation and protect engineered artificial cartilage from fibroblast invasion and destruction. Arthritis Rheum 2002;46(1):149-62.

68. Mauck RL, Nicoll SB, Seyhan SL, Ateshian GA, Hung CT. Synergistic action of growth factors and dynamic loading for articular cartilage tissue engineering. Tissue Eng 2003;9(4):597-611.

69. Holland TA, Bodde EW, Cuijpers VM, Baggett LS, Tabata Y, Mikos AG, et al. Degradable hydrogel scaffolds for in vivo delivery of single and dual growth factors in cartilage repair. Osteoarthritis Cartilage 2007;15(2):187-97.